WSTĘP 

Występowanie alergii pokarmowej w świetle badań z ostatnich lat wykazuje tendencję wzrostową. Niepożądane reakcje na spożyty pokarm mogą być wynikiem zarówno odpowiedzi alergicznej, toksycznej, związanej z defektem metabolicznym lub farmakologicznej [1]. Alergia pokarmowa (ang. „food allergy”) jest formą niepożądanej reakcji pokarmowej organizmu, w której dolegliwości kliniczne wyzwalają i kształtują patogenetyczne mechanizmy immunologiczne [2]. Objawy alergii i nietolerancji pokarmowych są często bardzo podobne, dlatego istotne jest ich dokładne zróżnicowanie m.in. ze względu na postępowanie terapeutyczne.

PATOMECHANIZM ALERGII NA POKARMY

Mechanizm alergicznej reakcji pokarmowej określają wszystkie 4 typy odpowiedzi immunologicznej (klasyfikacja wg Gella–Coombsa), które są odpowiedzialne za kształtowanie obrazu klinicznego. W grupie osób uczulonych na pokarmy najczęstsza jest odpowiedź typu natychmiastowego (IgE zależna) odpowiedzialna za 48–52% obserwowanych objawów. Reakcje cytotoksyczne spostrzega się u około 6%, reakcje z udziałem kompleksów immunologicznych u 10%, a reakcje typu komórkowego – u 18% chorych. Natomiast aż u około 28% uczulonych na pokarmy w proces chorobowy zaangażowany jest równocześnie więcej niż jeden typ reakcji z nadwrażliwości [3]. Możliwe jest także występowanie reakcji krzyżowych. Badania przeprowadzone w Europie wykazały, że alergiczna nadwrażliwość pokarmowa stanowi ważny problem kliniczny. Szacuje się, że dotyczy około 0,3–7,5% dzieci i około 2–4% osób dorosłych. Pierwotna alergia pokarmowa występuje głównie u małych dzieci. Najpierw uczulają białka mleka krowiego, potem dołączają się inne alergeny, np.: jaja kurze, pszenica, soja, orzeszki ziemne, ryby, orzechy.

U osób dorosłych rozróżnia się kilka postaci alergii pokarmowej:

• alergię, w której pierwsze objawy występują już w okresie dzieciństwa,

• alergię, w której symptomy mogą pojawiać się w wieku dojrzałym,

• alergię spowodowaną tzw. „efektem sumowania bodźców” (objawy uczulenia występują po spożyciu alergizującego pokarmu i zadziałaniu dodatkowych bodźców, takich jak ciepło, zimno, stres, wysiłek fizyczny, zaburzenia hormonalne),

• alergię, będącą efektem występowania krzyżowej reaktywności, która:

* występuje często u chorych z objawami pyłkowiny,

* jest wtórna do uczulenia na alergeny wziewne,

* jest wynikiem immunologicznej reaktywności krzyżowej z homologicznymi białkami w różnych pokarmach, np. zespół „brzoza–owoce–warzywa” [4].

Ponad 70% pacjentów uczulonych na pyłek brzozy wykazuje reakcje alergiczne po zjedzeniu niektórych warzyw, owoców pestkowych czy orzeszków, co jest spowodowane obecnością wspólnych molekuł w różnych źródłach alergenowych [5]. Alergiczne reakcje krzyżowe są wynikiem złożonych mechanizmów immunologicznych i biochemicznych, za które odpowiadają białka o podobnej budowie i/lub panalergeny.

Krzyżowa reaktywność może wystąpić wówczas, gdy przeciwciała IgE wytworzone przeciwko określonemu alergenowi rozpoznają i wiążą podobne białko pochodzące z innego źródła.

Przeciwciała anty Ax2 wytworzone przeciwko epitopowi Ax2 antygenu A reagują z podobnym lub identycznym epitopem By2 składnikiem antygenu B. Zjawisko to dotyczyć może także receptora TCR limfocytu T.

Zasadniczo za przyczynę pojawienia się objawów klinicznych może być uznany każdy alergen pokarmowy. Są to najczęściej glikoproteiny pochodzenia roślinnego i zwierzęcego posiadające epitopy mające zdolność do wiązania przeciwciał.

Alergeny posiadają zarówno epitopy liniowe oporne na proces denaturacji (fragmenty o strukturze pierwszorzędowej) jak i epitopy konformacyjne (o strukturze trzeciorzędowej) wrażliwe na proces denaturacji.

PRZYCZYNY TRUDNOŚCI DIAGNOSTYCZNYCH

Diagnostyka alergii pokarmowej ze względu na znaczącą liczbę czynników wywołujących nie jest prosta. Nie istnieje wystarczająco wiarygodny test o wymaganej swoistości i czułości, który umożliwiałby jednoznaczne rozpoznanie nadwrażliwości pokarmowej. Problemy diagnostyczne w dużej mierze wynikają z różnorodności spożywanych pokarmów, dominacji pokarmów już przetworzonych (co wpływa na zmienność siły uczulającej), a także warunków przechowywania żywności. Dodatkowo większość chorych alergicznych wykazuje reakcję na więcej niż jeden alergen. Często obserwowana jest też złożoność mechanizmów patogenetycznych. Wspomniane wcześniej zjawisko krzyżowej reaktywności także istotnie utrudnia diagnostykę alergii pokarmowych.

OGÓLNE ZASDAY DIAGNOSTYKI ALERGII POKARMOWEJ

Wykazanie przyczyny występowania dolegliwości i określenie składników pożywienia odpowiedzialnych za ich wystąpienie jest kluczowe dla rozpoznania alergicznej nadwrażliwości pokarmowej. Zgodnie z obowiązującymi standardami prawidłowe rozpoznanie alergii pokarmowej wymaga kompleksowego postępowania. Dlatego podstawowa diagnostyka oprócz wywiadu i badania przedmiotowego obejmuje szereg badań prowadzonych zarówno w warunkach in vivo jak in vitro. Ich rola polega na potwierdzeniu alergii i określeniu stopnia tej nadwrażliwości.

BADANIA IN VIVO

Wartość diagnostyczna wykonywanych punktowych testów skórnych (ang. „prick test”) ogranicza się wyłącznie do badania reakcji związanej z mechanizmem IgE zależnym. Pozwala ocenić stopień alergizacji skóry. W testach skórnych użyte mogą być alergeny klasyczne, natywne i rekombinowane. Obecnie najczęściej stosowane są jednak ekstrakty alergenowe, które są mieszanką wielu alergenów. Ich główną wadą jest brak odpowiedniej standaryzacji. Dotyczy to zarówno zawartych w ekstrakcie alergenów, ich stężeń, jak i ich stabilności.

W rozpoznawaniu alergii i nietolerancji pokarmowej optymalnym sposobem wskazania składnika pokarmowego odpowiedzialnego za wystąpienie reakcji jest doustna prowokacja wytypowanym pokarmem, wykonana metodą podwójnie ślepej próby z użyciem placebo (ang. „Double-blind, placebo-controlled food challenge – DBPFC).

BADANIA IN VITRO
TESTY OZNAVZENIA ALERGENOWO-SWOISTYCH IgE

 Badania wykonywane w warunkach in vitro najczęściej dotyczą oznaczania poziomu alergenowo swoistych IgE (asIgE). Na tej podstawie jednak nie można rozpoznać ani alergii pokarmowej, ani wskazać odpowiedzialnego alergenu. Wynik testu potwierdzać może jedynie wytworzenie przeciwciał przeciwko danemu alergenowi i niekoniecznie musi mieć znaczenie kliniczne [6]. W rutynowej diagnostyce określenie stężenia swoistych IgE przeprowadza się metodami wykorzystującymi różne modele reakcji. Najczęściej używanym testem oznaczeń stężeń asIgE jest test, w którym antygen związany jest z fazą stałą i reaguje z surowicą pacjenta zawierającą badane przeciwciała. W wyniku reakcji alergenu z przeciwciałem IgE obecnym w próbie badanej dochodzi do powstania swoistego kompleksu, do którego dodawane jest następnie monoklonalne przeciwciało anty IgE wyznakowane określonym znacznikiem, izotopem lub enzymem (ryc. 4 A).

 Test radioimmunoabsorpcji RAST (Radio Allegro Sorbent Test), w którym użyto przeciwciała anty IgE znakowane izotopem promieniotwórczym 125J był najwcześniejszym zastosowanym. W innym modelu reakcji, który umożliwia określanie stężeń asIgE, surowicze IgE są najpierw wychwytywane i wiązane przez immobilizowane na fazie stałej anty IgE, a następnie poddane reakcji z biotynylowanym alergenem. Na końcu do powstałego kompleksu dodaje się wyznakowaną, np. enzymem lub fluorochromem streptawidynę. Zasada reakcji oparta jest na wysokim powinowactwie biotyny (niskocząsteczkowej witaminy H) do streptawidyny (białka izolowanego z bakterii Streptomyces avidini). Taki schemat postępowania znacząco pozwala zwiększyć czułość metody (ryc. 4 B).

W kolejnym modelu reakcji badane przeciwciała IgE wiązane są do alergenu w fazie płynnej zaopatrzonego w cząstkę spinającą (ang. „tagged alergen in fluid phase”). Następnie utworzony swoisty kompleks przeciwciało–alergen poprzez „przyczepkę” na alergenie ulega związaniu z odpowiednim podłożem. Wykrycie związanych w kompleksie przeciwciał IgE następuje za pomocą znakowanego przeciwciała antyIgE [7] (ryc. 4 C).

Zastosowanie testu pomiaru swoistych IgE ograniczają w praktyce niewystarczająca czułość i niska swoistość. Dla alergenów pokarmowych oceniana jest ona na poziomie 70–80%. Zmienna jest także przydatność oznaczania asIgE w surowicy krwi w zależności od użytego alergenu pokarmowego. Największą obserwuje się w odniesieniu do białek mleka krowiego, ryb, jaj, soi, orzechów, a małą dla owoców, warzyw, mięsa zwierząt [8]. Podobnie jak w przypadku testów skórnych, ocena stężeń swoistych IgE musi być zawsze powiązana z dobrze przeprowadzonym wywiadem.

Badania immunologiczne w surowicy krwi dotyczące oceny asIgE chociaż są metodą diagnostycznie cenną, to jednak nie wystarczającą w rozpoznaniu alergii na pokarmy. Zdarza się bowiem często, że przeciwciała wykrywa się u osób zdrowych, a nie – u chorych. Stężenie IgE w znacznym stopniu uzależnione jest od aktualnej stymulacji alergenowej, dlatego, wyeliminowanie pokarmu z diety może być powodem fałszywie ujemnych wyników. Dodatkowo stężenie krążącej IgE nie odzwierciedla tkankowego stężenia tej immunoglobuliny w miejscu toczącego się zapalenia alergicznego. W wielu przypadkach zdarza się, że pomimo przekonujących objawów choroby, krążące IgE pozostają nie wykryte. Wynika to z faktu, że skierowane są przeciw alergenom zmienionym podczas obróbki technologicznej (pokarm przetworzony), gotowania, smażenia, podczas trawienia lub przeciwko alergenom, które zostały ujawnione w wyniku tych procesów. Natomiast szeroko stosowane testy komercyjne pozwalają jedynie na wykrywanie przeciwciał przeciw alergenom, które występują w źródłowym materiale pokarmowym.

TESTY AKTYWACJI KOMÓRKOWEJ

Obok klasycznych testów diagnostycznych, które określają stężenia asIgE w warunkach in vivo i in vitro proponowane jest wykorzystanie biologicznych testów komórkowych, opierających się na stymulacji bazofilów z udziałem swoistego alergenu. Główna przesłanką do ich stosowania jest zgodność, jaka występuje pomiędzy aktywacją bazofilów w warunkach in vitro, a stopniem wrażliwości na prowokację alergenową in vivo. Bazofile są procentowo najmniej liczną populacją ludzkich leukocytów, mimo to w patogenezie reakcji alergicznych odgrywają zasadniczą rolę poprzez uwolnienie mediatorów w wyniku IgE i IgE niezależnej aktywacji. Dotychczas opracowano kilka takich testów. Jednym z nich jest test uwalniania histaminy z bazofili – HRT. Inkubowane ze swoistym alergenem bazofile chorego uwalniają histaminę, którą mierzyć można metodą spektrofluorymetryczną, metodą wykorzystującą zjawisko powinowactwa histaminy do włókna szklanego (HR-MM – Histamine Release Microfibre Metod) lub techniką enzymatyczną ELISA [9–11].

W diagnostyce alergologicznej używane są również testy oznaczania leukotrienów – ważnych mediatorów uwalnianych podczas aktywacji leukocytów, głównie bazofili przy udziale enzymu 5-lipooksygenazy. Test CAST-ELISA (Cerllular Antygen Stimulator Test) umożliwia ocenę produkcji de novo sulfidoleukotrienów (SLTs) przez wyizolowane leukocyty krwi obwodowej stymulowane domniemanym swoistym alergenem w obecności niewielkich stężeń IL3, IL5 lub GM-CSF. W rozpoznawaniu alergii pokarmowej wykazano dużą zgodność tego testu z próbami skórnymi i stężeniami asIgE w surowicy, mimo to jego wartość diagnostyczną traktuje się jako umiarkowaną [12].

Coraz częściej zastosowanie w diagnostyce alergii wywołanej pokarmami znajdują testy związane z oceną ekspresji błonowych cząstek aktywacji CD63 i CD203c na stymulowanych swoistym antygenem bazofilach oceniane metodą cytometrii przepływowej [13].

Alergia pokarmowa związana z uczuleniem na pyłki jest najczęstszą formą uczulenia na alergeny zawarte w takich pokarmach jak jabłka, seler, marchew. Zastosowanie głównych alergenów rekombinowanych selera – Api g1, jabłka - Mal d1, marchwi – Dau c1 w teście aktywacji bazofilów BAT (Basophil Activaton Test) u osób chorych, wykazuje ekspresję molekuły CD63, której nie stwierdza się na komórkach spoczynkowych. Porównanie wyników testów BAT z testami skórnymi i stężeniami asIgE (przeciw rekombinowanym alergenom w metodzie UniCAP) wykazało wysoką swoistość i czułość tego testu. Zatem może stanowić on nową cenną metodę in vitro diagnostyki nadwrażliwości pokarmowej i w ten sposób częściowo uzupełnić stosowane dotąd testy [14].

Innym proponowanym testem jest wywołane alergenem uwalnianie histaminy i sulfidoleukotrienów z bazofili zdrowych dawców uczulonych biernie z zastosowaniem surowicy chorego na alergię pacjenta [7]. Zaletą stosowania testów opartych na aktywacji bazofili jest możliwość użycia szerokiej gamy pokarmów włącznie z pokarmami surowymi, wysoko oczyszczonymi pokarmami natywnymi i alergenami rekombinowanymi. Wadą wykorzystania bazofili jako narzędzi diagnostycznych może być fakt, że u pewnej grupy pacjentów z potwierdzoną alergią bazofile nie odpowiadają na stymulację alergenową (tzw. „non-releasers”). Możliwości diagnostyczne testów aktywacji komórkowej bazofili, częściowo już sprawdzone, wymagają jednak dalszych badań potwierdzających ich przydatność kliniczną w diagnostyce alergii na pokarmy, gdyż czułość i swoistość testów opartych na bazofilach różni się w zależności od pokarmu alergizującego i zastosowanego modelu doświadczalnego.

Test transformacji blastycznej limfocytów i test hamowania migracji leukocytów, mimo licznych prób określania ich przydatności, nie znalazły powszechnego zastosowania. Podobnie, nie przyjęło się oznaczanie ECP (Eozynophilic Cationic Protein), tryptazy i eikozanoidów w moczu, choć niekiedy bywają pomocne w laboratoryjnej diagnostyce alergii pokarmowych.

ALERGENY REKOMBINOWANE

Nowe możliwości diagnostyczne wiążą się z rozwojem metod inżynierii genetycznej, które pozwalają na otrzymywanie na skalę przemysłową antygenów rekombinowanych i ich zastosowanie w testach in vivo i in vitro. Pozwala to na precyzyjne określenie właściwej cząsteczki odpowiedzialnej za uczulenie. Alergeny rekombinowane zostały dokładnie scharakteryzowane zarówno pod względem sekwencji aminokwasowej, konfiguracji przestrzennej, właściwości fizykochemicznych jak i immunogenności. Dobrze poznano już metody ich otrzymywania. Ich podstawą jest znajomość genów odpowiedzialnych za ekspresję konkretnego białka i wprowadzenie materiału genetycznego kodującego cząstki poszczególnych alergenów do komórek drożdży, bakterii (np. E. coli), wirusów, w których są syntetyzowane [15]. Wartość i przydatność testów skórnych, pomiaru stężeń as IgE i testów aktywacji komórkowej z użyciem antygenów rekombinowanych istotnie wzrasta [16–18].

ALERGENOWY TEST MIKRO-ZNACZEŃ

Określenie struktury molekularnej białek alergenowych umożliwiło ustalenie najsilniej alergizujących pojedynczych cząsteczek występujących w źródłowym materiale alergenowym. Najnowsza koncepcja diagnostyki alergii oparta na dobrze scharakteryzowanych alergizujących białkach CRD (Component Resolved Diagnosis) została zastosowana w połączeniu z techniką microarray w teście ImmunoCAP ISAC (Immuno Solid-phase Allergo Chip). Jest to nowoczesny komercyjny test przeznaczony do analizy stężeń asIgE. Pozwala on określić uczulenie na poszczególne składniki alergenu, a także wyjaśnić przyczynę reakcji krzyżowych związanych z alergią na pokarmy. W teście ISAC alergeny w triplecie związane z powierzchnią nośną i po reakcji ze swoistym przeciwciałem obecnym w badanej surowicy tworzą kompleks immunologiczny, który poddaje się następnie inkubacji z fluorescencyjnie znakowanymi antyludzkimi przeciwciałami IgE. Odczyt natężenia fluorescencji przeprowadzany jest za pomocą czytnika, w skład którego wchodzi laser i układ optyczny. Odczyt przetwarzany jest komputerowo, odpowiedni program rozpoznaje sygnał natężenia fluorescencji dla poszczególnych pozycji alergenu [19, 20]. Wysoka swoistość i czułość oznaczeń udowodniona w licznych badaniach wskazuje, że może to być metoda z wyboru diagnostyki CRD alergii pokarmowej.

IMMUNOBLOTTING

Alergia wywołana spożywaniem pokarmów reagujących krzyżowo z pyłkami stanowi bardzo trudny diagnostycznie problem. Ocena tych reakcji wymaga stosowania odpowiednich metod badawczych. Muszą one uwzględniać analizę poszczególnych białek odpowiedzialnych za reakcje krzyżowe, obecnych w różnych ekstraktach alergenowych pokarmowych i wziewnych, z jednoczesną oceną przeciwciał zawartych w badanych surowicach. Jednym z takich testów jest metoda immunoblottingu, stosowana jak dotąd wyłącznie w aplikacjach naukowych i wykonywana w specjalistycznych laboratoriach [21]. Immunoblotting składa się z trzech następujących po sobie etapów: elektroforezy, elektrotransferu i immunodetekcji z użyciem znakowanych przeciwciał. Najpierw dokonuje się elektroforetycznego rozdziału białek ekstraktów alergenowych w żelu poliakrylamidowym SDS-PAGE w warunkach denaturujących i redukujących. Białka rozdzielane są w kolejności zależnej od ich mas cząsteczkowych. SDS jest silnym anoniowym detergentem odpowiedzialnym za rozfałdowanie globularnej struktury białka do struktury łańcucha polipeptydowego i dodatkowo nadaje białkom ładunek ujemny. Bez tego procesu rozdział elektroforetyczny byłby niemożliwy.

Etapem drugim immunoblottingu jest transfer rozdzielonych w żelu białek na matrycę o dużych zdolnościach absorpcyjnych np. PVDF za pomocą prądu elektrycznego. Przeniesienie białek z żelu na matrycę jest konieczne ze względu na usieciowanie żeli ograniczające dotarcie sond (przeciwciał). Następnie, związane już z matrycą rozdzielone białka wykrywa się za pomocą swoistych pierwszorzędowych obecnych w surowicy przeciwciał i przeciwciał drugorzędowych antyimmunoglobulinowych znakowanych, z zastosowaniem różnych metod detekcji (np. enzymatyczna, chemiluminescencyjna, bioluminescencyjna, chemifluorescencyjna). Metoda ta, jakkolwiek użyteczna, ma ograniczoną wartość ze względu na proces denaturacji białka zachodzący w pierwszym etapie testu (zniszczeniu ulegają epitopy konformacyjne). Uniemożliwia to w dużej mierze wykrycie asIgE przeciw epitopom alergenowym odpowiedzialnym za ich powstanie. Pomimo wspomnianych ograniczeń, immunoblotting poszerza i koryguje rozpoznanie ustalone na podstawie innych klasycznych testów wykrywających swoiste IgE. Pozwala wykryć przeciwciała przeciwko białkom i epitopom niewrażliwym na proces denaturacji np. LTP (Lipid Transfer Protein) [22].

PODSUMOWANIE

Mając na uwadze trudności diagnostyczne wynikające z niejednoznaczności stosowanych metod i niekiedy braku ich standaryzacji, zalecane jest korzystanie z różnych technik badawczych. Stosowanie triangulacji metodologicznej pozwala bowiem na obiektywne zweryfikowanie uzyskanych wyników badań. Być może opisane powyżej problemy diagnostyczne uda się choć częściowo rozwiązać dzięki rezultatom projektu EuroPrevall prowadzonego na szeroką skalę (17 krajów, 63 uczestników) w ramach szóstego Programu Ramowego Unii Europejskiej.

..............................................................................................................................................................

PIŚMIENNICTWO

1.    American College of Allergy, Asthma & Immunology: Food allergy: a practice parameter. Ann Allergy Asthma Immunol 2006; 96: 61-68.

2.    Aderbal S., Bellauti J.A., Rais J.M. i wsp.: IgE and nan IgE food allergy. Ann Allergy Asthma Immunol 2003; 90 (Supl 3): 71-6.

3.    Chandra R.K., Gill B.: Food allergy and atopic disease: pathogenesis, diagnostic, prediction. Ann Allergy 1993; 71: 495-502.

4.    Bartuzi Z.: Alergia na pokarmy u osób zdrowych – problem wciąż mało znany i niedoceniany. Przegląd Gastroenterologiczny 2007; 2 (4): 192-198.

5.    Weber R.W.: Pattern of pollen cross – allegenicity. J Allergy Clin Immunol 2003; 112: 229-239.

6.    Mędrala W., Wolańczyk-Mędrala A.: Diagnostyka chorób alergicznych in vitro. w: Choroby alergiczne i astma. Małolepszy J. (red.), Volumed, Wrocław 1996: 483-508.

7.    Asho R., Balmer-Weber B.K., Beyer K. i wsp.: IgE – nadiated food allergy diagnosis: Current Status and new perspectives Mol Nutr Food Res 2007; 51: 135-147.

8.    Rymarczyk B., Rogala B.: Alergie pokarmowe. Gastroenterologia Polska 2001; 8 (3): 277-282.

9.    Crocard A.D., Ennis M.: Basophil histamine release test in the diagnosis of allergy and asthma. Clin Exp Allergy 2001; 31: 345-50.

10.    Nolte H., Stonn K., Schirtz O.: Diagnostic volue of a glass fibrebased histamine analysis for testing inchildren. Allergy 1990; 45: 1-11.

11.    Siriganian P.S., Hook W.: Histamine release and assay methods for the study of human allergy. W: Mannol of Clinical Laboratory Immunology 1992: 709-722.

12.    Ferrer M. i wsp.: Antigen – specific sulphidoleukotriene production and histamine release in pollinic patients. J Inveest Allergy Clin Immunol 1996; 6: 271-277.

13.    Moneret G., Gutowski M.C., Bienvenu J.: Detection of allergen induced basophil activation by expresion of CD 63 antigen Rusing tricolour flow cytometric metod. Clin Exp Immunol 1999; 115: 393-396.

14.    Erdmann S.M., Sachs B.: Schmidt A.: In vitro analysis of birch-pollen – associated food allergy by the recombinant allergens in the basophil activation test. Int Arch Allergy Immunol 2005; 136 (3): 230-238.

15.    Valenta R.: Strategies to obtain recombinant proteins. Postgraduate course – Fundamentals in molecular biology. 2001.

16.    Jahn-Schmidt B., Horwanegg C.,  Hiller R. i wsp.: Allergen microarray: composison of microarray using recombinant allergens with conventional diagnostic methods to detect allergen – specific serum immunoglobulin E. Clin Exp Allergy 2003; 3: 1443-1449.

17.    Bohle B., Vieths S.: Improving diagnostic tests for food allergy with recombinanat allergens. Methods 2004; 32: 292-299.

18.    Chapman M.P., Smith A.M., Vailes L.D. i wsp.: Recombinanat allergens for diagnosis and therapy of allergic disease. Allergy Clin Immunol 2000; 106: 409-418.

19.    ImmunoCAP ISAC – broszura producenta.

20.    Wohrl S., Vigl K., Zehetmayer S. i wsp. Allergy 2006; 61 (5): 633-639.

21.    Bijli K.M., Singh B.P., Sridhose S. i  wsp.: An invertigation of cross - reactive allergens and  antigens of Imperata cylindrical using Western Blotting and ELISA inhibition. ACI Internation 2002; 15: 62-67.

22.    van Ree R.: Clinical importance of nonspecific lipid transfer proteins as food allergens. Biochem Soc trans 2002; 30: 910-913.

..............................................................................................................................................................

*Adres do korespondencji:

Magdalena Żbikowska-Gotz
Katedra i Klinika Alergologii, Immunologii Klinicznej i Chorób Wewnętrznych
Szpital Uniwersytecki nr 2 im. Dr Jana Biziela
85-168 Bydgoszcz, ul. Ujejskiego 75
Tel/fax +48 052 365 54 16
 e-mail: kikalerg@cm.umk.pl

Pracę nadesłano: 09.04.2009 r.
Przyjęto do druku: 11.05.2009 r.