WPROWADZENIE

Napady świszczącego oddechu, duszności, kaszlu, ściskania w klatce piersiowej są charakterystycznymi objawami astmy. Są one związane bezpośrednio ze zwężeniem dróg oddechowych (obturacją), które w astmie jest zjawiskiem zmiennym i w pełni odwracalnym spontanicznie lub pod wpływem leczenia [1]. U podłoża zmiennej obturacji leży przewlekłe zapalenie toczące się w drzewie oskrzelowym (głównie w dużych i średnich oskrzelach) i związana z tym nadreaktywność oskrzeli [2]. Należy jednak pamiętać, że głównym i bezpośrednim mechanizmem zwężenia dróg oddechowych w astmie jest skurcz mięśni gładkich oskrzeli. Dlatego leczenie bronchodilatacyjne, obok wziewnej glikokortykosteroidoterapii, pełni kluczową rolę we współczesnej terapii astmy. Podstawową grupę bronchorelaksantów stanowią wziewne beta2-mimetyki [1].

Swój wpływ rozkurczający oskrzela wywołują poprzez aktywację receptorów β2-adrenergicznych zlokalizowanych w drzewie oskrzelowym. Do dzisiaj zidentyfikowano 3 podtypy receptorów β: β1, β2, β3 [3, 4]. Różnią się one budową, lokalizacją i odmienną wrażliwością na aktywację pod wpływem endogennych katecholamin.

RECEPTOR β1 - LOKALIZACJA I FUNKCJA

Receptory β1 [ARB1], wyodrębnione przez Landsa w 1967 roku, zlokalizowane są głównie w sercu (w układzie bodźcoprzewodzącym, mięśniówce przedsionków i komór) i aparacie przykłębuszkowym nerek, chociaż zanotowano również ich obecność w drogach oddechowych (na powierzchni gruczołów śluzowych i pneumocytach typu I i II) [3].

Udział procentowy ARB1 w układzie oddechowym szacuje się na ok. 20% (80% stanowią receptory β2) [5]. Z kolei stosunek procentowy receptorów β1 do β2 w mięśniu sercowym przedstawia się dokładnie odwrotnie na korzyść ARB1. Efektem pobudzenia ARB1 w sercu jest zwiększenie częstości akcji serca (działanie chronotropowe dodatnie), wzrost kurczliwości mięśnia sercowego (efekt inotropowy dodatni), zwiększenie przewodnictwa i automatyzmu układu bodźcoprzewodzącego (efekt dromo- i batmotropowy dodatni) oraz wydłużenie czasu rozkurczu (działanie luzitropowe) [6]. Nadmierna aktywacja β1-adrenergiczna może prowadzić do zaburzeń rytmu serca.

Blokada ARB1 przez leki z grupy tzw. wybiórczych beta-blokerów okazała się bardzo przydatna w terapii choroby niedokrwiennej serca, zaburzeń rytmu czy niewydolności krążenia. Wysoka homologia między ARB1 i ARB2 powoduje, że pobudzenie ARB2 może prowadzić również do aktywacji ARB1 i wystąpienia działań niepożądanych ze strony układu sercowo-naczyniowego [7]. Wpływ pobudzenia ARB1 w nerkach wyraża się głównie poprzez zwiększenie wydzielania reniny. Głównym neurotransmitterem dla przekaźnictwa β1-adrenergicznego jest noradrenalina.

RECEPTOR β3 - LOKALIZACJA I FUNKCJA

Główną lokalizacją receptora β3–adrenergicznego [ARB3] jest tkanka tłuszczowa, stąd receptory te często nazywane są adipocytarnymi. Zostały odkryte w 1990 roku przez holenderskiego badacza Johana Zaagsmę i jego współpracowników [4]. Aktywacja ARB3 prowadzi do nasilenia procesów lipolizy i termogenezy [8].

Receptory β3 odkryto również w sercu - ich rola nie jest jeszcze do końca poznana. Istnieją dane wskazujące na ich działanie inotropowe ujemne i wzmożoną ekspresję w niewydolnym mięśniu sercowym oraz bezpośredni wpływ rozkurczający na śródbłonek tętnic wieńcowych [9, 10]. Bogata w ARB3 jest również mięśniówka macicy, stąd próby stosowania β3-agonistów jako środków tokolitycznych. Badania pokazują, że są one bardziej bezpieczne i skuteczne od stosowanych powszechnie β2-agonistów [11]. Naturalnymi transmitterami dla przekaźnictwa β3–adrenergicznego są w jednakowym stopniu adrenalina i noradrenalina.

RECEPTOR β2 - LOKALIZACJA I FUNKCJA W UKŁADZIE ODDECHOWYM I POZA NIM

Spośród wszystkich podtypów receptorów β najważniejszą rolę w układzie oddechowym pełnią receptory β2–adrenergiczne [ADRB2]. Są one zlokalizowane na komórkach mięśni gładkich oskrzeli, śródbłonku naczyń płucnych, w nabłonku oddechowym oraz w ścianie pęcherzyków płucnych, przy czym rozmieszczenie to nie jest równomierne [12, 13]. Gęstość ARB2 wzrasta w kolejnych generacjach drzewa oskrzelowego, osiągając maksimum w obrębie pęcherzyków płucnych [14].

Ekspresja ARB2 na komórkach mięśni gładkich oskrzeli wynosi średnio 30-40 tys./komórkę [15]. Dla porównania, gęstość ARB2 na limfocytach szacuje się na ok. 700-750 receptorów/komórkę. Obecność ARB2 wykazuje na swojej powierzchni wiele komórek zapalnych, takich jak: mastocyty [16], makrofagi [17], neutrofile [18], limfocyty [19], eozynofile [20]. Efekty pobudzenia ARB2 w drogach oddechowych przedstawiono w tabeli I.

ARB2 są również zlokalizowane poza układem oddechowym, m. in. w sercu, mięśniówce macicy, ścianie naczyń krwionośnych, żołądku, jelitach, wątrobie i pęcherzu moczowym. Skutki aktywacji ARB2 w tych narządach przedstawia tabela II.

RECEPTOR β2 - STRUKTURA, MIEJSCE WIĄZANIA AGONISTY

Receptor β2, podobnie jak większość receptorów układu autonomicznego, ma strukturę białkową. Jest zbudowany z 413 aminokwasów. Dokładną sekwencję aminokwasową ustalono w procesie klonowania receptora w 1986 roku [21].

ARB2 składa się z 3 części:

• hydrofilnej części zewnątrzkomórkowej, tworzącej 3 zewnętrzne pętle i zakończonej grupą aminową o ładunku dodatnim,

• części przezbłonowej, układającej się w lipidowej strukturze błony w postaci 7 hydrofobowych pętli o strukturze helisy α oraz

• odcinka wewnątrzkomórkowego, tworzącego

3 wewnętrzne pętle zakończone ujemnie naładowaną grupą karboksylową.
Dokładny obraz struktury ARB2 przedstawiono na rycinie 1.

Miejsce wiązania ligandu (tzw. miejsce aktywne receptora) zlokalizowane jest w obrębie domen przezbłonowych, mniej więcej w odległości ok. 1/3 od rdzenia receptora. Miejsce to tworzy zagłębienie (kieszonkę), z którą β2-agonista wiąże się za pośrednictwem reszt białkowych [22]. Kluczowe dla tego procesu są reszty aminokwasowe: asparaginianowa (pozycja 113, domena III), 2 serynowe (pozycja 204 i 207, domena V) oraz 2 fenyloalaninowe (pozycja 259, 290, domena VI) [23].

Przyłączenie cząsteczki transmittera i związana z tym zmiana konformacji receptora zapoczątkowuje szlak przekazywania sygnału do wnętrza komórki, prowadzący do końcowego efektu (rozkurcz mięśni gładkich oskrzeli).

AKTYWACJA RECEPTORA β2-ADRENERGICZNEGO

ARB2 należą do dużej rodziny receptorów związanych z białkiem G (ang. G-protein – coupled receptors, GPCRs). Białka regulacyjne G należą do rodziny białek związanych z wewnętrzną częścią błony komórkowej, a ich nazwa pochodzi od zdolności do wiązania i hydrolizowania trójfosforanu guanozyny (GTP). Białka G są odpowiedzialne za przeniesienie odebranego przez receptor sygnału przez błonę komórkową i aktywację (białko Gs-pobudzające) lub hamowanie (białko Gi-hamujące) enzymów produkujących cząsteczki tzw. przekaźnika wtórnego. W przypadku ARB2 enzymem aktywowanym przez białko G jest cyklaza adenylowa, a przekaźnikiem wtórnym cykliczny 3’5’ adenozynomonofosforan (cAMP) [24].

Białko G składa się z 3 podjednostek: αβγ. Podjednostki βγ tworzą funkcjonalną całość, zakotwiczając podjednostkę α w błonie komórkowej. Zmiany konformacyjne, które pojawiają się w receptorze po przyłączeniu β2-agonisty, stwarzają optymalne warunki do związania białka G, zawierającego przyłączony do podjednostki α dwufosforan guanozyny (GDP). Natychmiast po związaniu z aktywowanym receptorem dochodzi do zamiany GDP na GTP i cała struktura dysocjuje na podjednostkę βγ i aktywną podjednostkę α-GTP, która odłącza się od kompleksu i aktywuje związaną z wewnętrzną powierzchnią błony komórkowej cyklazę adenylową. Dzięki endogennej właściwości GTP-azowej podjednostki α dochodzi do szybkiej defosforylacji GTP do GDP i w konsekwencji odłączenia „nieaktywnej” podjednostki od cyklazy adenylowej. Aktywacja cyklazy adenylowej prowadzi do rozkładu adenozynotrójfosforanu (ATP) z wytworzeniem cAMP. Wzrost stężenia cAMP w komórce jest kluczowym etapem pobudzenia ARB2 [25]. Uproszczony schemat pobudzenia ARB2 przedstawia rycina 2.
 
Pomiary stężenia cAMP w obecności i przy braku agonisty wskazują, że ARB2 może występować w stanie spoczynku (przy braku agonisty) zarówno w formie aktywnej (wysokoenergetycznej), jak i nieaktywnej (niskoenergetycznej), przy czym równowaga przesunięta jest w kierunku stanu nieaktywnego. Receptor znajduje się w postaci wysokoenergetycznej wówczas, gdy występuje w kompleksie z podjednostką α białka G i GTP. Defosforylacja GTP do GDP, której towarzyszy konwersja ATP do cAMP katalizowana przez cyklazę adenylową, powoduje powrót receptora do formy niskoenergetycznej. Działanie β2-agonisty polega zatem bardziej na stabilizowaniu i podtrzymywaniu formy aktywnej receptora niż zmianie jego konformacji przestrzennej [26].

Wzrost stężenia cAMP w komórce jest kluczowym etapem pobudzenia ARB2, niezbędnym do aktywacji zależnych od cAMP kinaz białkowych A (PKA) i G (PKG). Kinazy białkowe fosforylują szereg białek wewnątrzkomórkowych, aktywują kanały jonowe i generują zmiany w transkrypcji określonych genów, prowadząc do określonego efektu końcowego. Zależny od wzrostu cAMP rozkurcz mięśni gładkich oskrzeli zachodzi poprzez zmianę stężenia wapnia wewnątrzkomórkowego i modulowanie wrażliwości białek kurczliwych.

Skurcz mięśni gładkich wymaga wzrostu stężenia wolnego wapnia w komórce na drodze jego napływu z zewnątrz (przez kanały wapniowe) lub z siateczki śródplazmatycznej [27]. Istnieje kilka typów kanałów wapniowych, ich otwarcie zależy w większości przypadków od wzrostu potencjału elektrycznego błony komórkowej. W przypadku wapnia zmagazynowanego w siateczce śródplazmatycznej jego pulsacyjny napływ do cytoplazmy następuje pod wpływem wtórnego przekaźnika - trójfosforanu inozytolu (IP3), powstającego w cyklu przemian katalizowanych przez fosfolipazę C. Receptorem dla jonów wapnia jest kalmodulina. Pojedyncza cząsteczka kalmoduliny wiąże 4 jony wapnia. Kompleks Ca+2-kalmodulina posiada zdolność aktywacji kinazy łańcuchów lekkich miozyny (MLCK - myosin light chain kinase), która fosforyluje łańcuchy lekkie miozyny (LCK). Proces ten jest uważany za kluczowy dla skurczu mięśni gładkich. Powstające w ten sposób mostki poprzeczne łączą miozynę z aktyną, zapoczątkowując skurcz mięśnia. Skurcz kończy się w momencie defosforylacji LCK przez fosfatazę łańcuchów lekkich miozyny [28].

Wpływ przekaźnictwa β2-adrenergicznego na procesy rozkurczu mięśni gładkich oskrzeli przebiega na kilku płaszczyznach. Kluczowym mechanizmem wydaje się być inaktywacja MLCK przez zależną od wzrostu cAMP kinazę białkową A [29]. Powoduje to obniżenie wrażliwości kalmoduliny na jony wapnia i w efekcie rozkurcz mięśniówki. Oprócz działania pośredniego na stężenie wapnia w komórce pobudzenie ARB2 hamuje także bezpośrednio napływ jonów wapnia do komórki [30]. Jednym z mechanizmów jest zależna od PKA fosforylacja receptora dla IP3, co powoduje redukcję napływu wapnia z siateczki endoplazmatycznej [31]. Zdolność do fosforylacji receptora ma też PKG. Innym mechanizmem ograniczającym bezpośrednio dokomórkowy napływ jonów wapnia jest blokada potencjało-zależnych kanałów wapniowych wywołana hiperpolaryzacją błony komórkowej wskutek otwarcia kanałów potasowych aktywowanych jonami wapnia - tzw. maxi K [32]. Otwarcie kanałów maxi-K odbywa się również za pośrednictwem PKA [33]. Kanały maxi-K mogą być również otwierane niezależnie od cAMP bezpośrednio przez aktywną podjednostkę α [34].

Istnieją również dane, że β2-agoniści mogą za pośrednictwem ARB2 aktywować fosfatazę łańcuchów lekkich miozyny i w ten sposób przyczyniać się do rozkurczu mięśni [35]. Co więcej, fosfataza ta może być również aktywowana przez inny wtórny przekaźnik - cGMP na szlaku aktywacji kinazy białkowej G (PKG).

Niewykluczone, że cAMP może sam aktywować krzyżowo PKG w mięśniach gładkich dróg oddechowych [36].

..............................................................................................................................................................

PIŚMIENNICTWO

1.    Global strategy for asthma management and prevention. Global Initiative for Asthma (Revised 2007) www.ginasthma.com

2.    Bousquet J., Jeffery P.K., Busse W.W. i wsp.: Asthma. From bronchocostriction to airways inflammation and remodeling. Am J Respir Crit Care Med 2000; 161: 1720-1745.

3.    Lands A.M., Arnold A., Mc Auliff I.P. i wsp.: Differentiation of receptor systems activated by symphathomimetic amines. Nature 1967; 214: 597-598.

4.    Zaagsma J., Nahorski S.R.: Is the adipocyte beta-adrenoceptor a prototype for the recently cloned atypical’ beta 3-adrenoceptor’? Trends Pharmacol Sci 1990; 11 (1): 3-7.

5.    Spina D., Rigby P.J., Paterson J.W. i wsp.: Autoradiographic localization of beta adrenoreceptors in asthmatic human lung. Am Rev Respir Dis 1989; 140: 1410-1415.

6.    Mann D.L., Kent R.L., Parsons B. i wsp.: Adrenergic effects on the biology of the adult mammalian cardiocyte. Circulation 1992; 85: 790-804.

7.    Barnes P.J.: Beta adrenergic receptors and their regulation. Am J Respire Crit Care Med 1995; 152: 838-860.

8.    Lonngvist F., Krief S., Strosberg A.D.: Evidence for a functional beta 3 adrenoreceptor in man. Br J Pharmacol 1993; 110: 924-936.

9.    Gautier C., LAngin D., Balligand J.L.: B3 adrenoreceptors in the cardiovascular system. Trends Pharmacol Sci 2000; 21: 426-431.

10.    Dessy C., Moniotte S., Ghisdal P.: Endothelial beta3-adrenoreceptors mediate vasorelaxation of human coronary microarteries through nitric oxide and endothelium-dependent hyperpolarization. Circulation 2004; 110: 948-954.

11.    Bardou M., Rouget C., Breuiller-Fouche M.: Is the beta3 adrenoreceptor a potential target for uteroleraxant drugs? BMC Pregnancy Childbirth 2007; 7 (Suppl 1): 14.

12.    Liebler J.M., Borok Z., Li X. i wsp.: Alveolar epithelial type I cells express b2-adrenergic receptors and G-protein receptor kinase 2. J Histochem Cytochem 2004; 52: 759–767.

13.    Fabisiak J.P., Vesell E.S., Rannels D.E.: Interactions of b adrenergic antagonists with isolated rat alveolar type II pneumocytes. I. Analysis, characterization and regulation of specific b adrenergic receptors. J Pharmacol Exp Ther 1987; 241: 722–727.

14.    Carstairs J.R., Nimmo A.J., Barnes P.J.: Autoradiographic visualization of beta-adrenoreceptor subtypes in human lung. Am Rev Respir Dis 1985; 132: 541-547.

15.    Qing F., Rahman S.U., Rhodes C.G. i wsp.: Pulmonary and cardiac beta-adrenoreceptor density in vivo in asthmatic subjects. Am J Respir Crit Care Med 1997; 55: 1130-1134.

16.    Chong L.K., Chess-Williams R., Peachell P.T.: Pharmacological characterisation of the b-adrenoceptor expressed by human lung mast cells. Eur J Pharmacol 2002; 437: 1–7.

17.    Schenkelaars E.J., Bonta I.L.: B2-adrenoceptor agonists reverse the leukotriene C4-induced release response of macrophages. Eur J Pharmacol 1984; 107: 65–70.

18.    Galant S.P., Allred S.J.: Demonstration of b2 adrenergic receptors of high coupling efficiency in human neutrophils. J Lab Clin Med 1980; 96: 15–23.

19.    Brodde O.E., Brinkmann M., Schemuth R. i wsp.: Terbutaline-induced desensitization of human lymphocyte b2-adrenoceptors. Accelerated restoration of b-adrenoceptor responsiveness by prednisone and ketotifen. J Clin Invest 1985; 76: 1096–1101.

20.    Yukawa T., Ukena D., Kroegel C. i wsp.: B2-Adrenergic receptors on eosinophils. Binding and functional studies. Am Rev Respir Dis 1990; 141: 1446–1452.

21.    Dixon R.A., Kobilka B.K., Strader D.J. i wsp.: Cloning of the gene and cDNA for mammalian beta-adrenergic receptor and homology with rhodopsin. Nature 1986; 321: 75-79.

22.    Tota M.R., Candelore M.R., Dixon R.A.F. i wsp.: Biophysical and genetic analysis of the ligand binding site of the beta-adrenoceptor. Trends Pharmacol Sci 1991; 12: 4–6.

23.    Strader C.D., Candelore M.R., Hill W.S. i wsp.: Identification of two serine residues involved in agonist activation of the β2-adrenergic receptor. J Biol Chem 1989; 264: 13572–13580.

24.    Robison G.A., Butcher R.W., Sutherland E.W.: Adenyl cyclase as an adrenergic receptor. Ann NY Acad Sci 1967; 319: 703–723.

25.    Kotlikoff M.I., Kamm K.E.: Molecular mechanisms of badrenergic relaxation of airway smooth muscle. Annu Rev Physiol 1996; 58: 115–141.

26.    Onaran H.O., Costa T., Rodbard D.: Subunits of guanine nucleotidebinding proteins and regulation of spontaneous receptor activity: thermodynamic model for the interaction between receptors and guanine nucleotide-binding protein subunits. Mol Pharmacol 1993; 43: 245–256.

27.    Trzebski A.: Autonomiczny układ nerwowy i mięśnie gładkie. [W:] Fizjologia człowieka z elementami fizjologii stosowanej i klinicznej. Red.: Traczyk W.Z., Trzebski A. PZWL, Warszawa 2004: 326-328.

28.    Hartshorne D.J., Ito M., Erdodi F.: Role of protein phosphatase type 1 in contractile functions: myosin phosphatase. J Biol Chem 2004; 279: 37211–37214.

29.    Hall I.P., Tattersfield A.E.: β2-Adrenoceptor agonists. [In:] Barnes P.J., Rodger I.W., Thomson N.C., eds. Asthma: Basics Mechanisms and Clinical Management. Academic Press, London 1998; pp. 651–676.

30.    Takuwa Y., Takuwa N., Rasmussen H.: The effects of isoproterenol on intracellular calcium concentration. J Biol Chem 1988; 263: 762–768.

31.    Tertyshnikova S., Fein A.: Inhibition of inositol 1,4,5- trisphosphate-induced Ca2+ release by cAMP-dependent protein kinase in a living cell. Proc Natl Acad Sci USA 1998; 95: 1613–1617.

32.    Janssen L.J.: Ionic mechanisms and Ca2+ regulation in airway smooth muscle contraction: do the data contradict dogma? Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol 2002; 282: 1161–1178.

33.    Pelaia G., Gallelli L., Vatrella A. i wsp.: Potential role of potassium channel openers in the treatment of asthma and chronic obstructive pulmonary disease. Life Sci 2002; 70: 977–990.

34.    Tanaka Y., Yamashita Y., Yamaki F. i wsp.: Maxi K channel mediates β2-adrenoceptor-activated relaxation to isoprenaline through cAMP-dependent and -independent mechanisms in guinea-pig tracheal smooth muscle. J Smooth Muscle Res 2003; 39: 205–219.

35.    Janssen L.J., Tazzeo T., Zuo J.: Enhanced myosin phosphatase and Ca2+-uptake mediate adrenergic relaxation of airway smooth muscle. Am J Respir Cell Mol Biol 2004; 30: 548–554.

36.    Jiang H., Colbran J.L., Francis S.H., Corbin J.D.: Direct evidence for cross-activation of cGMP-dependent protein kinase by cAMP in pig coronary arteries. J Biol Chem 1992; 267: 1015–1019.

..............................................................................................................................................................

* Adres do korespondencji:

Andrzej M. Fal
Katedra Zdrowia Publicznego AM
51-618 Wrocław, ul. Bartla 5
tel.: +48 71 347 93 59 w. 213
e-mail: amfal@pro.onet.pl

Pracę nadesłano: 10.01.2008 r.
Przyjęto do druku: 13.02.2008 r.